Український журнал лісівництва та деревинознавства

Особливості мікроклонального розмноження рослин роду Cercis L.

Олександр Бабин, Андрій Пінчук, Андрій Дерій, Олександр Мельник, Оксана Чорнобров
Завантажити статтю
Анотація

У зв’язку зі складністю традиційного вегетативного розмноження Cercis L., актуальним є застосування біотехнології in vitro для отримання регенераційно здатної асептичної культури зі збереженням декоративних ознак. Мета даного дослідження полягала у розроблені методики мікроклонального розмноження рослин Cercis siliquastrum ‘Alba’ та Cercis canadensis L. Для цього відібрано рослинний матеріал в різний період вегетації з рослин, що зростали в умовах м. Київ. У роботі використані статистичні та біотехнологічні методи. У результаті проведеного дослідження було апробовано два режими стерилізації. Встановлено, що на ефективність стерилізації та регенерації експлантів впливає сезон ізоляції. За використання 70% етилового спирту та 1% нітрату срібла ефективність стерилізації експлантів введених в травні становила: 20,0±1,8% для Cercis siliquastrum ‘Alba’ та 31,3±3,2% для Cercis canadensis L. Експланти вводили у культуру in vitro на безгормональне живильне середовище за прописом WPM (Woody Plant Medium). Асептичні експланти в подальшому субкультивовували на WPM з додаванням 0,4 мг/л BA (N6 –Benzyladenine) та 0,3 мг/л 2iР (6-(γ,γ-Dimethylallylamino)purine) й 0,25 мг/л NAA (1-Naphthylacetic acid). Коефіцієнт розмноження для мікропагонів, культивованих на WPM з 0,4 мг/л BA становив: 9,4±3,5 для C. canadensis та 9,7±2,9 для C. siliquastrum ‘Alba’. Застосування WPM з 0,3 мг/л 2iP і 0,25 мг/л NAA стимулювало активну регенерацію мікропагонів з таким коефіцієнтом розмноження: для C. canadensis – 5,0±1,5 та C. siliquastrum ‘Alba’ – 6,5±1,5. Здійснені дослідження дали змогу отримати мікропагони і рослини-регенеранти Cercis L. для наступного використання озелененні населених пунктів

Ключові слова

культура тканин рослин in vitro, асептичні експланти, мікропагін, регенерація, морфогенез

ЦИТУВАТИ
Babyn, O., Pinchuk, A., Derii, A., Melnyk, O., & Chornobrov, O. (2025). Features of microclonal propagation of plants of genus Cercis L.. Ukrainian Journal of Forest and Wood Science, 16(2), 63-81. https://doi.org/10.31548/forest/2.2025.63
Використані джерела
  1. Abduganiyeva, D., Ruziyev, K., Khasanov, N., & Urazova, R. (2024). Optimum conditions for primary callus production in microclonal propagation of Aronia melanocarpa (Michx) Elliott. BIO Web of Conferences, 130, article number 01012. doi: 10.1051/bioconf/202413001012.
  2. Cheong, E., & Pooler, M.R. (2003). Micropropagation of Chinese redbud (Cercis yunnanensis) through axillary bud breaking and induction of adventitious shoots from leaf pieces. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 39, 455-458. doi: 10.1079/IVP2003446.
  3. Chmielarz, P., Kotlarski, S., Kalemba, E.M., & Michalak, M. (2023). Successful in vitro shoot multiplication of Quercus robur L. trees aged up to 800 years. Plants, 12(12), article number 2230. doi: 10.3390/plants12122230.
  4. Chornobrov, O., & Bilous, S. (2021). In vitro plant regeneration of Christmas cactus (Schlumbergera truncata (Haw.) Moran) by indirect morphogenesis. Folia Forestalia Polonica, Series A – Forestry, 63(1), 68-73. doi: 10.2478/ffp-2021-0007.
  5. Chornobrov, O., Melnyk, O., Karpuk, A., & Vasylyshyn, R. (2023). Peculiarities of plant adaptation of interspecific hybrid Betula ex vitro. Scientific Horizons, 26(11), 49-57. doi: 10.48077/scihor11.2023.49.
  6. Convention on Biological Diversity. (1992, June). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/laws/show/995_030#Text.
  7. Dai, W., Jacques, V., Herman, D., & Cheng, Z.-M. (2005). Micropropagation of a cold hardy selection of Cercis canadensis L. through single-node culture. Journal of Environmental Horticulture, 23(1), 54-58. doi: 10.24266/0738-2898-23.1.54.
  8. Driver, J.A., & Kuniyuki, A.H. (1984). In vitro control propagation of paradox walnut rootstock. HortScience, 19(6), 507-509.
  9. Eisold, A.-M.E., Thiesen, F., Brügmann, T., & Bubner, B. (2024). In vitro forest trees: Tissue culture as a proper tool for breeding and conservation. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/380186877_In_vitro_forest_trees_Tissue_culture_as_proper_tool_for_breeding_and_conservation.
  10. Geneve, R.L. (1991). Eastern redbud (Cercis canadensis L.) and Judas tree (Cercis siliquastrum L.). In Y.P.S. Bajaj (Ed.), Trees III. Biotechnology in agriculture and forestry (Vol. 16, pp. 153-167). Berlin: Springer. doi: 10.1007/978-3-662-13231-9_8.
  11. Koldar, L.A. (2016). Morphogenesis of explants of Cercis grifithii Boiss. cultured in vitro. In Breeding and genetic science and education. Materials of the international conference (pp. 127-129). Uman: Publisher M.M. Sochinsky.
  12. Koldar, L.A., & Nebikov, M.V. (2007). Microclonal reproduction of Cercis siliquastrum L. plants. Introduction of Plants, 4(36), 88-92. doi: 10.5281/zenodo.2563338.
  13. Kushnir, H.P., & Sarnatska, V.V. (2005). Microclonal propagation of plants. Kyiv: Naukova Dumka.
  14. Oliinyk, O.O., Likhanov, A.F., & Melnychuk, M.D. (2017). Effect of oxycinnamic and oxybenzoic acids on metabolism and regeneration processes in explants of rose ethereal in vitro culture. Biological Systems, 9(1), 33-38. http://ibhb.chnu.edu.ua/uploads/files/vb/BS_T9_V1_2017/_Oliynyk.pdf
  15. Mackay, W.A., Tipton, J.L., & Thompson, G.A. (1995). Micropropagation of Mexican redbud, Cercis canadensis var. mexicana. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 43(3), 295-299. doi: 10.1007/BF00039959.
  16. McCown, B.H., & Lloyd, G. (1981). Woody plant medium (WPM) – a mineral nutrient formulation for microculture of woody plant species. HortScience, 16(4), 453-453.
  17. Melnychuk, M.D., Novak, T.V., & Kunakh, V.A. (2003). Plant biotechnology. Kyiv: Polihrafkonstaltinh.
  18. Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum, 15(6), 473-497.
  19. Nadler, J.D., Pooler, M., Olsen, R.T., & Coleman, G.D. (2012). In vitro induction of polyploidy in Cercis glabra Pamp. Scientia Horticulturae, 148, 126-130. doi: 10.1016/j.scienta.2012.09.024.
  20. Nath, J., Kumari, A., Joshi, S., & Joshi, R. (2024). Micropropagation technology for improvement of ornamental plants. In Ornamental horticulture: Latest cultivation practices and breeding technologies (pp. 123-135). Singapore: Springer. doi: 10.1007/978-981-97-4028-4_7.
  21. Nielsen, J.M., Brandt, K., & Hansen, J. (1993). Long-term effects of thidiazuron are intermediate between benzyladenine, kinetin or isopentenyladenine in Miscanthus sinensis. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 35(2), 173-179. doi: 10.1007/BF00032967.
  22. Nimavat, N., & Parikh, P. (2024). Innovations in date palm (Phoenix dactylifera L.) micropropagation: Detailed review of in vitro culture methods and plant growth regulator applications. Plant Cell Tiss Organ Cult, 159(6), article number 6. doi: 10.1007/s11240-024-02866-7.
  23. Panneerselvam, K., Herath, K., & Mayakaduwa, R. (2024). Developing surface sterilisation protocol and multiplication media for Sansevieria trifasciata. In 2nd Ruhuna international conference on innovation and technology (pp. 61). Ruhuna: University of Ruhuna.
  24. Ram, A., & Thomas, D. (2024). Advances in direct and indirect organogenesis in forest trees: A review. In Biotechnological approaches for sustaining forest trees and their products (pp. 23-45). Singapore: Springer. doi: 10.1007/978-981-97-4363-6_2.
  25. Voytovskaya, V.I., Ukrainets, O.A., Osipov, M.Y., & Maslovata, S.A. (2020). Features of sterilisation of different explants of rhododendron (Rhododendron L.) and their introduction into in vitro conditions. Newest Agrotechnologies, 8. doi: 10.47414/na.8.2020.231231.
  26. Yevpak, K., & Bublyk, M. (2024). Features of in vitro culture establishment of sea buckthorn (Hippophae rhamnoides). Bulletin of Agricultural Science, 102(2), 48-53. doi: 10.31073/agrovisnyk202402-08.
  27. Yu, X., Zhang, W., Zhu, H., Wang, Y., Hu, C., Yang, Y., & Zhu, J. (2025). Tissue culture and rapid micropropagation for Quercus suber L. Forests, 16(1), article number 23. doi: 10.3390/f16010023.
  28. Yusnita, S., Geneve, R.L., & Kester, S.T. (1990). Micropropagation of white flowering eastern redbud (Cercis canadensis var. alba L.). Journal of Environmental Horticulture, 8(4), 177-179. doi: 10.24266/0738-2898-8.4.177.