Тканини в’язу гладкого (Ulmus laevis Pall.) in vitro – донорний матеріал для одержання культур зі стійкою резистенстністю до патологій інфекційного походження, зокрема до голландської хвороби. Для вирішення цієї задачі необхідно розробити ефективний протокол регенерації U. laevis in vitro. Дослідження дії концентрацій хлораміну на мікобіоту тканин рослин U. laevis для розмноження в умовах in vitro – мета дослідження. Як рослинний матеріал використовували 10–15 см частини пагонів із 25-річного U. laevis. Дослідження виконували восени 2021 року. Мікропагони, попередньо простерилізовані хлораміном (1.0 %, 2.5 %, 5.0 %, 10.0 %) упродовж 10 хв, культивували на твердому живильному середовищі за прописом WPM (McCown & Lloyd, 1981) з додаванням 0.2 мг∙л-1 2 - iП (N-ізопентеніламінопурин) та 2.0 г∙л-1 активованого вугілля. Для мікробіологічного аналізу простерилізований рослинний матеріал культивували методом накопичення у чашках Петрі з живильним середовищем (кислий картопляний агар) у термостаті без освітлення за температури +26±1℃ та відносної вологості повітря 68±2 %. Використовували методи біотехнологічних, мікологічних та статистичних досліджень. Виявлено понад 95 % зразків інфікованих мікроскопічними грибами роду Mucor Fresen., Penicillium Link, Chaetomium Kunze та Trichoderma Pers. Вплив концентрації препарату на загальну кількість інфікованих експлантатів статистично незначущий на 5 % рівні. Установлено, що 5.0 % препарат ефективний для нейтралізації мікобіоти роду Chaetomium і Trichoderma; 10.0 % – Penicillium. У разі зростання концентрації хлораміну зменшується інтенсивність інфікування експлантатів мікобіотою різних родів. У результаті проведених досліджень із пагонів U. laevis, ізольованих восени, одержали асептичні культури у незначній кількості. Матеріал статті актуальний для біологів, біотехнологів, мікробіологів та науковців біологічного профілю.
в’яз гладкий, голландська хвороба ільмових, асептичність, інфікування, мікроклональне розмноження
[1] So, H.M., Yu, J.S., Khan, Z., Subedi, L., Ko, Y.J., Lee, I.K., Park, W.S., Chung, S.J., Ahn, M.J., & Kim, S.Y. (2019). Chemical constituentsof the root bark of Ulmus davidiana var. japonica and their potential biological activities. Bioorganic Chemistry, 91, article number 103145. doi: 10.1016/j.bioorg.2019.103145.
[2] Kim, J., Lee, C.-G., Yun, S.-H., Hwang, S., Jeon, H., Park, E., & Jeong, S.-Y. (2022). Inhibitory effect of Ulmus davidiana and Cornus officinalis extracts on osteoporotic bone loss in Vitro and in Vivo. Medicina (Kaunas, Lithuania), 58(4), article number 466. doi: 10.3390/medicina58040466.
[3] Schafer, J., Puga, T.B., Miller, S.T., & Agbedanu, P.N. (2022). Gram-negative antimicrobial spectrum of Ulmus pumila. doi: 10.1101/2022.03.12.484112.
[4] Mieshkova, V.L. (2019). Sudinnі ailments of trees. Dutch elm disease. Forest Bulletin, 4-5, 8-11.
[5] Välimäki, S., Rusanen, M., Pecínková, D., Tikkinen, M., & Aronen, T. (2021). Cryopreservation and micropropagation methods for conservation of genetic resources of Ulmus laevis and Ulmus glabra. Forests, 12(8), article number 1121. doi: 10.3390/f12081121.
[6] Georgesku, C. (1952). Uscarea in masa a steirulul si combaterea cestue fenomen ni RPR. Natura Ann, 4(2), 35-45.
[7] Kurchenko, I.M., Sokolova, O.V., Orlov, O.O., Yurieva, O.M., & Ivaniuk, T.M. (2009). Mycobiota Quercus robur L. oaks of Zhytomyr region. Microbiological Journal, 71(5), 23-33.
[8] Buiteveld, J., Van der Werf, B., & Hiemstra, J.A. (2015). Comparison of commercial elm cultivars and promising unreleased Dutch clones for resistance to Ophiostoma novo-ulmi. IForest, 8, 158-164. doi: 10.3832/ifor1209-008.
[9] Beck, R., Camp, M., & Kamo, K. (2018). Micropropagation and regeneration of Ulmus parvifolia Pathfinder, the Chinese elm tree. Journal of Applied Horticulture, 20(2), 119-124.doi: 10.37855/jah.2018.v20i02.21.
[10] Martínez-Arias, C., Plata, J.S., Ormeño-Moncalvillo, P.S., & Martin, J.A. (2020). Endophyte inoculation enhances Ulmus minor resistance to Dutch elm disease. Fungal Ecology, 50(1), article number 101024. doi: 10.1016/j.funeco.2020.101024.
[11] Harvengt, L., Meier-Dinkel, A., Dumas, E., & Collin, E. (2004). Establishment of a cryopreserved gene bank of European elms. The Canadian Journal of Research, 34, 43-55. doi: 10.1139/x03-193.
[12] Sarasan, V. (2010). Importance of in vitro technology to future conservation programmes worldwide. Kew Bulletin, 65(4), 549-554. doi: 10.1007/s12225-011-9250-7.
[13] Reed, B.M., Sarasan, V., Kane, M., Bunn, E., & Pence, V.C. (2011). Biodiversity conservation and conservation biotechnology tools. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant, 47(1), 1-4. doi: 10.1007/s11627-010-9337-0.
[14] Mukund, R., Shukla, A., Maxwell, P., Jones, J., Sullivan, A., Liu, C., Gosling, S., & Saxena, P.K. (2012). In vitro conservation of American elm (Ulmus americana): Potential role of auxin metabolism in sustained plant proliferation. Canadian Journal of Forest Research, 42(4), 686-697. doi: 10.1139/x2012-022.
[15] Chornobrov, O., & Bilous, S. (2021). In vitro plant regeneration of Christmas cactus (Schlumbergera truncata (Haw.) Moran) by indirect morphogenesis. Folia Forestalia Polonica, Series A – Forestry, 63(1), 68-73. doi: 10.2478/ffp-2021-0007.
[16] Chornobrov, O., Bilous, S., Chornobrov, O., & Manko, M. (2019). Peculiarities of morphogenesis of the endangered species of willow (Salix spp.) in vitro. Biologija, 65(1), 48-55. doi: 0.6001/biologija.v65i1.3986.
[17] Fenning, T.M., Gartland, K., & Brasier, C.M. (1993). Micropropagation and regeneration of English elm, Ulmus procera Salisbury. Journal of Experimental Botany, 44(7), 1211-1217.
[18] Chalupa, V. (1994). Micropropagation and preservation of elms (Ulmus carpinifolia Gled. and Ulmus montana Stok.) by biotechnological methods. Forestry, 40, 507-512.
[19] Malá, J., Cvikrová, M., & Chalupa, V. (2007). Micropropagation of mature trees of Ulmus glabra, Ulmus minor and Ulmus laevis. In Protocols for micropropagation of woody trees and fruits (pp. 237-246). Dordrecht: Springer. doi: 10.1007/978-1-4020-6352-7_22.
[20] Malá, J., Máchová, P., Cvrˇcková, H., Karady, M., Novák, O., Mikulík, J., Dostál, J., Strnad, M., & Doležal, K. (2013). The role of cytokinins during micropropagation of wych elm. Biologia Plantarum, 57, 174-178. doi: 10.1007/s10535-012-0252-6.
[21] Murashige, T.A., & Skoog, F.A. (1962). Revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Plant Physiology, 15(3), 473-497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
[22] McCown, B.H., & Lloyd, G. (1981). Woody plant medium (WPM) − a mineral nutrient formulation for microculture of woody plant species. HortScience, 16, article number 453.
[23] Driver, J.A., & Kuniyuki, A.H. (1984). In vitro propagation of paradox walnut Juglans hindsi × Juglans regia rootstock. HortScience, 19, 507-509.
[24] Kalinin, F.L., Sarnatskaya, V.V., & Polishchuk, V.E. (1980). Methods of tissue culture in plant physiology and biochemistry. Kyiv: Naukova dumka.
[25] Kunakh, V.A. (2005). Biotechnology of medicinal plants. Genetic and physiological and biochemical bases. Kyiv: Logos.
[26] Smith, R.H. (2012). Plant tissue culture: Techniques and experiments. Burlington: Elsevier Science.
[27] DSTU 7127:2009 “Seeds of Trees and Shrubs. Methods of Phytopathological and Entomological Examination” (2011). Kyiv: State consumer standard of Ukraine.
[28] Bylay, V.I. (1982). Methods of experimental mycology. Kyiv: Naukova dumka.
[29] Zerov, D.K. (Ed.). (1969). Identifier of mushrooms of Ukraine (Vol. 2). Kyiv: Naukova dumka.
[30] Buckley, P.M., & Reed, B.M. (1994). Antibiotic susceptibility of plant associated bacteria. HortScience, 29(5), article number 434.